实体瘤组织单细胞悬液制备及培养方案一、单细胞悬液制备(一)仪器、材料及试剂1.仪器：(1)CO2培养箱（调至37℃），离心机，水浴锅（37℃），血球计数板；(2)无菌器械：细胞培养瓶，50ml离心管，平皿，吸管，移液管，纱布，200目/300目尼龙滤网，手术器械。2.材料：肿瘤造模成功的大鼠3.试剂：RPMI1640培养基（含10%小牛血清），0.25%胰酶，Hank’s液/PBS缓冲液，碘酒附：Hank’s液配方：KH2PO4：0.06g；NaCl：8.0g；NaHCO3：0.35g；KCl：0.4g；Glucose：1.0g；Na2HPO4·H2O：0.06g；加H2O定容至1000ml注：Hank’s液可以高压灭菌，4℃下保存。(二)操作步骤机械-胰酶消化法1.取材：制备实体瘤单细胞悬液，肿瘤取材部位非常重要，体积较大的肿瘤组织中有退变或坏死区，取材时尽量避免用退变组织，挑选活力较好的部位。将大鼠麻醉，置75%酒精泡3-5min（时间不能过长，以免酒精从口和肛门浸入体内），固定后再用碘酒消毒腹部，带入超净台内解剖取肿瘤组织，置于平皿中。2.用Hank’s液/PBS缓冲液洗涤三次，并剔除周围脂肪、结缔组织、血液等。3.用无菌眼科手术剪将肿瘤剪成小块（1-2mm），再用Hank’s液/PBS缓冲液洗涤三次，转移至50ml离心管中。4.视组织块量加入5-6倍的0.25%胰酶液，37℃中消化20-40min，每隔5min轻轻振荡一次，或用吸管吹打一次，使细胞分离。5.加入2-5ml含血清培养基，以终止胰酶消化作用（或加入胰酶抑制剂）。6.静置2-3min，使未分散的组织块下沉，将悬液转移到新的离心管中。7.用200/300目尼龙网过滤悬液2次。8.将过滤后悬液1000rpm，离心5-10min，弃上清液。9.加入Hank’s液/PBS缓冲液5ml，轻轻冲散细胞，再离心一次，弃上清液。10.视细胞量加入l-2ml培养液，血球计数板计数。11.将细胞调整到5×105/ml左右，转移至25ml细胞培养瓶中，37℃下培养。或者直接用作流式分析及其他分析。二、实体瘤组织中抗癌药物含量检测1.按上述取材步骤取出合适的肿瘤组织，分成A、B两份，分别置于含有1-2mlPBS缓冲液的无菌离心管中（离心管及PBS液已称重），准确称量肿瘤组织的重量。A组可直接用于检测组织中抗癌药物的含量，B组用于检测细胞内抗癌药物含量。2.B组组织按照上述步骤制成单细胞悬液，制备过程中，保留每一次的PBS洗液（1-2ml），标记清楚，用于检查含药量。3.将单细胞悬液计数，统计细胞总量，检查细胞内抗癌药物含量。三、肿瘤细胞培养(一)肿瘤细胞培养1.肿瘤细胞对培养基的要求不如正常细胞严格，一般常用的RPMIl640、DMEM、等培养...
